细胞因子范文第1篇

一、细胞因子与疾病

正常情况下，细胞因子表达和分泌受机体严格的调控，在病理状态下、细胞因子会出现异常性表达，表现为细胞因子及其受体的缺陷，细胞因子表达过高，以及可溶性细胞因受体的水平增加等。

（一）细胞因子及其受体的缺陷

包括先天性缺陷和继发性缺陷两种病理情况，例如先天性的性联重症联合免疫缺陷病人（XSCID），表现为体液免疫和细胞免疫的双重缺陷，出生后必须在无菌罩中生活，往往在幼儿期因感染而夭折。现已发现这种患者的IL-2受体γ链缺陷，由此导致IL-2、IL-4和IL-7的功能障碍，使免疫功能严重受损。细胞因子的继发性缺陷往往发生在感染、肿瘤等疾病以后，如人类免疫缺陷病毒（HIV）感染并破坏TH后，可导致TH细胞产生的各种细胞因子缺陷，免疫功能全面下降，从而表现出获得性免疫缺陷综合征（AIDS）的一系列症状。

（二）细胞因子表达过高

在炎症、自身免疫病、变态反应、休克等疾病时，某些细胞因子的表达量可成百上千倍地增加，例如为风湿关节炎的滑膜液中可发现IL-1、IL-6、IL-8水平明显高于正常人，而这些细胞因子均可促进炎症过程，使病情加重。细胞因子的抑制剂有可能这为类症性细胞因子水平升高的疾病。

（三）可溶性细胞因子受体水平升高

细胞膜表面的细胞因子受体可脱落下来，成为可溶性细胞因子受体，存在于体液和血清中，在某些疾病条件下，可出现可溶性细胞因子受体的水平升高。这类分子可能结合细胞因子，使其不再与膜表面的细胞因子受体结合，因而封闭了细胞因子的功能。

二、细胞因子与治疗

，利用基因工程技术生产的重组细胞因子做为生物应答调节剂（BRM）治疗肿瘤、造血障碍、感染等已收到良好的疗效，成为新一代的药物。重组细胞因子做为药物具有很多优越之处。例如细胞因子为人体自身成分，可调节机体的生理过程和提高免疫功能，很低剂量即可发挥作用，因而疗效显著，副作用小，是一种全新的生物制剂，已成为某些疑难病症不可缺少的治疗手段。目前已批准生产的细胞因子药物包括干扰素α、β、γ，Epo，GM-CSF，G-CSF，IL-2，正在进行临床试验的包括IL-1、3、4、6、11，M-CSF，SCF，TGF-β等（表4-3、4-4。）这些细胞因子的主要适应症包括肿瘤、感染（如肝炎、AIDS）、造血功能障碍、创伤、炎症等。表4-3已批准生产的细胞因子多肽药物（略）表4-4已批准临床试验的细胞因子多肽药物（略）

细胞因子疗法（cytokinetherapy）基本上可分为两种，即细胞因子补充和添加疗法及细胞因子阻断和拮抗疗法。

（一）细胞因子补充和添加疗法

通过各种途径使患者体内细胞因子水平增加，充分发挥细胞因子的生物学作用，从而抗御和治疗疾病。目前已有多种细胞因子（多为基因重组产品）试用于临床治疗，经大量临床资料验证，以下几种细胞因子的临床适应症比较明确，临床疗效比较肯定。

1．IFN不同型别的IFN各有其独特的性质和生物学活性，其临床应用适应症和疗效有所不同。IFN-α主要用于治疗病毒性感染和肿瘤。IFN-α对于病毒性肝炎（主要是慢性活动性肝炎）、疱疹性角膜炎、带状疱疹、慢性宫颈炎等有较好疗效。IFN-α对于血液系统恶性疾病如毛细胞白血病（有效率达80%以上）等疗效较显著，但对实体肿瘤的疗效较差。虽然IFN-γ的免疫调节作用强于IFN-α，但其治疗肿瘤的效果弱于IFN-α，目前有人应用IFN-γ治疗类风湿关节炎、慢性肉芽肿取得了一定疗效。

2．IL-2目前多将IL-2与LAD/TIL合用治疗实体肿瘤，对肾细胞癌、黑色素瘤、非何杰金淋巴瘤、结肠直肠癌有较显著的疗效，应用IL-2（或与IFN合用）治疗感染疾病亦取得了一定疗效。

3．TNf由于其全身应用副作用严重且疗效差，目前多倾向将其局部应用如瘤灶内注射治疗某些肿瘤和直肠癌，其确切疗效尚待进一步评价。

4．CSF目前主要应用GM-CSF和G-CSF治疗各种粒细胞低下患者。例如与化疗药物合用治疗肿瘤可以降低化疗后粒细胞减少程度，使粒细胞的数量和功能能尽快回升并能提高机体对化疗药物的耐受剂量，从而提高治疗肿瘤的效果。对再生障碍性贫血和AIDS亦有肯定疗效。用于骨髓移植后可使中性粒细胞尽快恢复，降低感染率。此外，应用EPO治疗肾性贫血取得了非常显著的疗效。

（二）细胞因子阻断和拮抗疗法

其基本原理是抑制细胞因子的产生和阻断细胞因子与其相应受体的结合及受体后信号传导过程，使细胞因子的病理性作用难以发挥。该疗法适用于自身免疫性病、移植排序反应、感染性休克等的。例如抗TNF单克隆抗体可以减轻甚至阻断感染性休克的发生，IL-1受体拮抗剂对于炎症、自身免疫性疾病等具有较好的治疗效果。

三、细胞因子的检测

细胞因子检测是判断机体免疫功能的一个重要指标，因而具有重要的实验室价值，同时还可能在临床上有诸多实用价值、包括许多疾病的诊断、病程观察、疗效判断及细胞因子治疗监测等。但是，由于细胞因子在体内的含量甚微，给细胞因子的检测带来困维。细胞因子的主要检测包括：

（一）依赖性细胞株

一些肿瘤细胞株必须依赖于细胞因子方能在体外增殖，如DTLL细胞株依赖IL-2；FDC-PL细胞株依赖于小鼠IL-3；TF-1细胞株依赖于人IL-3和人GM-CSF，因而可利用这些依赖细胞株检测相应的细胞因子。这种方法敏感性高，特异性也不错，但可异的是并非所有细胞因都能找到相应的细胞株，因而限制了它的。

（二）功能检测

利用一些细胞因子的功能特性，可建立相应的活性测定方法，如干扰素的抑制病毒感染效应，肿瘤坏死因子对L929细胞的杀伤作用等。这样的方法敏感性高，但特异性不够，容易受一些扰因素的。

（三）免疫测定

利用抗原抗体反应的原理，制备出抗细胞因子的单克隆抗体或多克隆抗体，可进行细胞因子的免疫检测。这种方法的优点是特异性强、操作简便，缺点是灵敏度不够，且不能代表活性测定的结果。从目前的国际趋势来看，已研制出了高灵敏度、特异性高、高度配套的细胞检测试剂盒，其应用范围正在扩大，有良好的发展前景。

（四）功能测定与抗体抑制

为解决功能定特异性不够，免疫测定灵敏度不够的，可将两种方法结合起来，利用各自的长处，有可能得到较为可靠的结果。在这一方法中，所用的抗细胞因子抗体必须是具有中和活性的抗体。

（五）分子杂交技术

利用分子生物学技术，制备出细胞因子的基因探针，可通过分子杂交技术检测细胞内细胞因子mRNA的表达，这是一种高度敏感和高度特异的检测技术，目前在实验室研究中使用较广，其缺点是操作较为繁琐，测定结果只能代表细胞因子基因的表达，而不能代表活性细胞因子的水平。

细胞因子范文第2篇

【关键词】  重组人表皮细胞生长因子；人表皮细胞；增殖

细胞增殖、分化、成熟的调控依赖多种活性蛋白质及多肽，统称为生长因子。目前已发现包括表皮生长因子(epidermal growth factor, egf)在内的多种生长因子。重组人表皮生长因子(recombinant human egf，rhegf)是通过人工合成的表皮生长因子基因片段在大肠杆菌表达系统进行有效表达而获得的可促进多类细胞生长的多肽类物质, 其活性和结构与天然产物高度一致[1]。具有广泛的促进细胞增殖和组织再生的生物学活性，对体表创伤、烧伤和溃疡等创面的治疗具有较大的临床应用价值。在制备过程中不同的提取以及纯化方法对多肽的活性影响较大，本文就应用细菌发酵法获得的rhegf对人表皮细胞的增殖作用进行研究。

    1材料及方法

    1.1试剂

    重组人表皮生长因子，细菌发酵法获得。dmem、prmi1640培养基为美国gibeo产品，小牛血清、胎牛血清为成都哈里生物工程有限公司；mtt为美国sigma产品。

    1.2实验方法及结果

    1.2.1表皮细胞取材以及培养包皮环切术后标本，pbs洗涤三次，眼科剪剔除多于皮下组织；25%trypsin冷消化过夜，分离表皮与真皮，并去除真皮，制备细胞悬液；1000 rpm×10 min离心，去上清，培养基重新混悬细胞沉淀，用血细胞计数仪计数，并用台盼兰染色，了解细胞存活率。将上述细胞悬液按一定细胞密度接种于培养皿中，置37 ℃，5%co2孵箱中；2天～3天换液一次；当细胞长满瓶皿70～80%时，根据需要传代或冻存细胞。

    1.2.2mtt 法测定细胞的增殖取对数生长期细胞1.5×105接种于96 孔培养板内，每孔100 μl，设6 个复孔。加rhegf使浓度为 0,5,10，20,50,100 ng·ml-1及调零孔加100 μl培养液，继续培养48 h，结束前4 h，加10 μl mtt,常规终止实验，与酶联免疫检测仪上测各孔吸光值，波长490 nm。按下列公式计算相对增殖率（relative growth rate, rgr）：rgr = 给药孔吸光度值/对照孔吸光度值×100%。

    1.2.3流式细胞仪检测细胞周期以及蛋白的表达接种2×105个细胞于75ml培养瓶中，待细胞贴壁后加入不同浓度的rhegf作用于细胞48小时，收集细胞，流式细胞仪检测细胞的增殖，根据细胞周期时相，计算细胞的增殖指数（pi）：pi=(s+g2/m) / (g0/g1+s+g2/m)×100% 。基因产物表达含量分析：上机检测前用pbs 洗离心除去固定液，冰冷pbs 洗涤细胞3 次，按免疫组化方法分别加入cmyc, cfos和cjun单抗,使用浓度1∶100，然后加入荧光素标记的二抗igg,37 ℃作用30分钟，pbs洗涤，400目筛网过滤，流式细胞仪上机检测。bios consort30软件系统处理数据，计算阳性细胞标记率，结果扫描图和数据表示方式显示并打印。统计分析处理（x2检验）比较阴性对照组细胞和试验组细胞间有无显著性差异。

    2   结果

    2.1  细胞形态学观察

    光学显微镜下，正常生长的细胞大多呈椭圆形，胞体较大，界限清楚（图1）。

    图1  表皮细胞正常光镜图

    2.2重组人表皮细胞生长因子对表皮细胞增殖率的影响

    通过mtt 法测定细胞的增殖，rhegf在浓度为5～100 ng·ml-1均可以促进人表皮细胞的生长，在10 ng·ml-1时促进细胞的生长作用最为明显。

    图2  重组人表皮细胞生长因子对表皮细胞增殖率的影响

    2.3流式细胞仪检测细胞周期以及蛋白的表达

    rhegf处理组的细胞在dna合成前期减少，而处于dna合成期的细胞增加，增殖率较对照组明显增高, s和g2/m期细胞数增加，g0/g1细胞数减少。表明重组人表皮细胞生长因子可以促进表皮细胞的分裂增殖。基因产物表达含量分析，rhegf处理细胞后与细胞生长相关基因的表达出现明显的变化，cmyc的标记率和表达量明显升高, cfos和cjun表达量也明显升高，结果见图3。

    图3重组人表皮细胞生长因子对细胞增殖指数及细胞生长相关基因的蛋白表达

    2讨论

    表皮生长因子（egf）是广泛存在于人体多种组织的一种多肽因子，具有刺激上皮细胞增生，加快创伤愈合的作用[1]。随着分子生物学的研究进展,人们对创面愈合的调控机制认识不断深化。愈合能力差除与创面产生原因有关外,还与创面本身修复内环境的改变、内源性生长因子含量低下或受体活性下调等因素有关。生长因子在创伤修复中起着举足轻重的作用,调控着创伤的修复。egf与其受体结合可激活直接调控或诱导细胞增殖的调节生长基因，参与体表创伤的愈合过程，并且为表皮的高速更新所必须。在创伤修复过程中，由于机体本身对创伤部位的修复机制，内源性egf在创面明显积累，但由于组织中的egf含量普遍较低，难以满足细胞增殖和肉芽组织发育的需要，因此，理论上外源性的egf可加速创面的愈合速度[3]。    重组人表皮生长因子利用基因重组技术人工合成，其结构与天然产物一致，具有促进细胞增殖和组织再生的生物学活性，对体表创伤、烧伤和溃疡等创面的治疗具有较好的临床应用价值。我们研究表明，应用细菌发酵法获得的rhegf对人表皮细胞具有增殖作用，而且在10 ng·ml-1时作用最为明显。流式细胞术的进一步研究表明rhegf处理细胞48h后处于dna合成期的细胞增加，细胞增殖率分别较阴性对照组增加。研究发现cmyc基因与细胞增殖有关，并且与不同的基因群协同控制细胞增殖与分化，参与细胞的调控特别是g0～g1期的过渡。cfos基因蛋白cfos可以识别和结合到基因组中特定的调控序列，从而调控细胞的增殖和分化。cjun所编码的蛋白质对细胞增殖分化中必不可少的基因表达进行调控。我们的研究表明，rhegf处理表皮细胞后cmyc的标记率和表达量明显升高, cfos和cjun表达量也明显升高，提示rhegf可以通过与细胞周期有关的基因促进细胞的分裂增殖。

【参考文献】

  1 jahovic n, guzel e, arbak s et al. the healingpromoting effect of saliva on skin burn is mediated by epidermal growth factor (egf): role of the neutrophils[j]. burns, 2004, 30(6): 531538.

2 nagelschmidt m, becker d, bonninghoff n et al.effect of fibronection therapy and fibronection deficiency on wound healing: a study in rats [j].j trauma, 1987, 27(1): 1267-1271.

细胞因子范文第3篇

【摘要】

为了探讨胚胎骨髓基质细胞（FBMSC）联合细胞因子对脐血单个核细胞（MNC）中CD133+细胞的体外扩增作用，将新鲜脐血（CB）中分离出来的MNC接种于无血清培养体系中培养14天。实验分为4组：C组为空白对照组，不含基质细胞和细胞因子；S组为单用基质细胞组；F组为单用细胞因子组；SF组为联合使用基质细胞和细胞因子组。在第0，6，10及14天检测有核细胞总数、CD133+细胞数及集落形成单位（CFU）数。结果表明：各时间点SF组有核细胞总数的扩增倍数均高于其它组；除了第14天外，SF组在第6、10天时CD133+细胞数、CFU数的扩增倍数均高于其它组。结论： 胚胎骨髓基质细胞对延缓造血细胞的分化具有重要的作用，基质细胞联合细胞因子可以有效的扩增脐血单个核细胞及其中的CD133+细胞，这是一种比较接近于临床移植要求的造血细胞体外扩增方法。

【关键词】 骨髓基质细胞； 造血干细胞； 细胞扩增； CD133+细胞； 脐血； 细胞因子

In Vitro Expansion of Cord Blood CD133+ Cells Supported by Bone Marrow Stromal Cells and Cytokines

Abstract

The aim of this study was to investigate the effects of human fetal bone marrow stromal cells (FBMSC) in combination with exogenous cytokines on supporting in vitro expansion of CD133+cells in cord blood mononuclear cells (MNC). MNCs separated from cord blood (CB) were cultured for up to 14 days in a serumfree system with FBMSC or exogenous cytokines or both of them. On day 0，6，10 and 14， total nucleated cells (TNC) were counted；CD133+ cells were quantified by FACS， and hematopoietic progenitor cells were assessed by semisolid culture assay. The results showed that the number of TNC was remarkably increased in FBMSC and cytokine group， the expansion of CD133+ cells and CFU were increased in FBMSC and cytokine group except that on day 14. It is concluded that FBMSC play an important role in delaying the differentiation of hematopoietic cells. FBMSC in combination with exogenous cytokines can promote the effective expansion of CB MNC and CD133+ cells， this expanding system may meet the needs for clinical application of expanded CD133+cells.

Key words

bone marrow stromal cell; hematopoietic stem cell; cell expansion; CD133+ cell; cord blood; cytokine

CD34是目前造血干细胞（HSC）最常用的表面抗原标志。随着对HSC研究的深入，人们发现存在CD34抗原尚未表达的造血干细胞［1］，又发现部分AC133可能是比CD34更早表达的表面抗原［2，3］，在第七届人类白细胞分化抗原大会上AC133正式命名为CD133，CD133+细胞比CD34+细胞具有更高的增殖和自我更新能力［4］。我们利用本实验室已经建立的人胚胎骨髓基质细胞联合细胞因子的造血细胞体外培养体系［5］，以脐血MNC为起始细胞，研究脐血CD133+细胞的体外扩增潜能。

材料和方法

主要试剂和仪器

羟乙基淀粉液（HES）购自美国B.Braun公司。人淋巴细胞分离液（FicollHypaque，密度1.077）购自天津灏洋公司。25 ml一次性塑料培养瓶购自美国Becton Dickinson公司。DMEMLG培养液及胎牛血清（FBS）购自Gibco公司。青霉素和链霉素购自HyClone公司。无血清培养液使用Stem spanTM SFEM，造血祖细胞半固体培养基使用MethocultTMGF H4434，圴购自加拿大Stem Cell Technologies公司。干细胞因子（SCF）、酪氨酸激酶3类配基（FL）、血小板生成素（TPO）均购自英国PeproTech公司。CD133PE购自德国Miltenyi Biotech公司。流式细胞仪为美国Becton Dickinson公司FACS Vantage产品。

中国实验血液学杂志 J Exp Hematol 2007; 15(2)骨髓基质细胞联合细胞因子对脐血CD133+细胞体外扩增作用的研究胚胎骨髓基质细胞滋养层的建立

经家属知情同意后，取自然流产的胚胎（4-5月）3个。无菌条件下冲出骨髓液，经Ficoll离心后获得MNC，以1×106/cm2接种于5 ml的DMEMLG培养液中（含有20% FBS， 100 U/ml青霉素，100 μg/ml链霉素）。48小时后全量换液弃去悬浮细胞为原代细胞（F0），以后每隔5天进行半量换液。贴壁细胞融合达到80%时以0.05%胰酶消化传代后为F1，F3 至F5代的基质细胞，经15Gy γ射线照射，用于共培养，使用之前用PBS洗涤3次。

脐血MNC的制备

足月妊娠的健康产妇脐血，经病人及家属知情同意后取自本院，共10份，ACDA抗凝。所采脐血在4小时内按4∶1体积比与HES混匀之后静置30-45分钟沉淀红细胞，吸取上清经Ficoll密度梯度离心分离出单个核细胞（MNC），用PBS洗涤3次后备用。

脐血MNC的液体培养体系及实验分组

采用Stem SpanTM无血清培养体系，SCF、FL、TPO的终浓度均为50 ng/ml。实验分为4组：①C组：空白对照组，仅有培养基+MNC；②S组：基质细胞+MNC；③F组SCF+FL+TPO+MNC; ④SF组：基质细胞+SCF+FL+TPO+MNC。脐血MNC的接种密度为1×106/ml，置37℃、5% CO2、饱和湿度培养箱中培养。分别在第6、10、14天进行半量换液，检测细胞总数和CFU数，用流式细胞术检测CD133表达的情况。所得数值与第0天数值为1.00的相应数值作比较。

造血祖细胞集落培养

将细胞按2×105/ml接种到24孔板MethocultTMGF H4434半固体培养液中，内含1%甲基纤维素、30% FBS、 1% BSA、 10-4mol/L 2ME、 50 ng/ml rhSCF、 50 ng/ml GMCSF、 10 ng/ml rhIL3、 3 U/ml rhEPO。造血祖细胞集落培养第14天时在倒置显微镜下计算CFU集落数。

细胞表面标志的流式细胞术检测

流式细胞试剂有CD133PE单克隆抗体.。流式细胞仪检测每个样品收1×104个细胞。使用CellQuest软件系统进行分析。

统计处理

用SPSS统计软件进行分析，结果以±SD表示，差异显著性采用方差分析。

结

果

胚胎骨髓基质细胞滋养层的建立

胚胎骨髓细胞经全量换液后，贴壁细胞经7-9天培养后即达到80%融合，主要为长梭形的成纤维细胞，原代细胞尚可见少量圆形贴壁细胞及黏附于贴壁细胞表面的造血细胞。经2次传代以后成纤维细胞得以纯化，呈平行或旋涡状生长。经γ射线照射后，基质细胞能在Stem spanTM SFEM无血清培养液中继续培养18-20天而不发生脱落，台盼蓝染色显示活力>95%。

脐血、MNC、CD133+细胞数

所采集脐血的容量平均为65.7 ml (52-92 ml)，收集的MNC数为（1.2±1.3）×108个，新鲜脐血MNC中CD133+细胞的所占比例为（0.92±0.31）%。

培养过程中有核细胞总数的变化

C组、F组在培养过程中有核细胞总数一直呈下降趋势，尤其C组下降迅速，第6天的有核细胞总数为第0天的0.55±0.20，至第14天仅剩0.14±0.07。F组有核细胞数的下降速度较平缓，分别为0.92±0.30、0.88±0.29和0.66±0.36，但组内不同时间点比较均无差异（P>0.05）。S组在第6天有所下降，为第0天值的0.87±0.32，之后则一直增加，但增幅小，虽然第6天和第14天差异明显（P0.05。SF组在第6天、第10天细胞总数明显扩增，第10天达到组内最高值，为第0天值的2.29±0.73，第14天略有下降，为第0天值的2.19±0.66，但跟第6天比较并不明显（P>0.05）。

在相同的时间点里，SF组有核细胞总数的扩增倍数均比其它组要高（P

CD133+细胞数变化

C组、F组CD133+细胞数虽然在第6天都有所增加，但之后即第10天和第14天均已低于初始水平，C组在第14天CD133+细胞基本已经消耗殆尽。S组和SF组在第6天，第10天都保持着增长的趋势，S组在第6天、第10天分别为第0天值的（4.06±1.44）倍和（4.51±1.87）倍，两个时间点比较差异无显著性（P>0.05），第14天回落至第0天的（1.60±0.85）倍，比第6天和第10天都要低（P0.05），SF组在第6天、第10天的扩增倍数均比其它各组在相同时间点要高出许多（P

各组培养后CFU数的变化

各组在第6天、第10天CFU数都有所增加，但C组在第14天已观察不到CFU。F组在第14天回落至大致第6天水平（P>0.05）。S组在培养过程中CFU数一直在增加，第14天达到组内最高值，为第0天值的17.46±3.42倍，组内各时间点比较P值均

讨

论

过去几十年，最广泛应用的HSC表面抗原标志是CD34。但随着对HSC研究的不断深入，人们发现CD34-细胞也具有自我更新和造血重建的能力［1］。1997年，两个独立的研究小组［2，3］分别报道了HSC新的一种表面抗原标志即AC133。2003年召开的第七届人类白细胞分化抗原大会上AC133正式命名为CD133。CD133不仅在HSC中表达，而且在内皮祖细胞、神经干细胞等早期阶段的细胞中亦有所表达［6，7］。CD133+ 造血细胞能在胎羊模型中成功地实现了一次、二次移植［2］。 CD133+CD34+细胞在NOD/SCID小鼠移植模型中，不仅能够重建髓系造血，还表现出T淋巴细胞、B淋巴细胞和NK细胞的表型［8，9］。临床实践也表明，CD133+ HSC的移植是安全的、可行的［10，11，12］。

目前许多研究者对HSC扩增的研究都是使用分离纯化的CD34+细胞或者CD133+ 细胞。对细胞分选之后进行培养，虽然能够获得较大的扩增倍数，而且扩增效果也较稳定［13］，但CD34+细胞能由CD133+ CD34-细胞体外培养产生［14］，而CD133+细胞也可能经由CD133-细胞产生［15］。因此分选细胞不可避免地造成CD34+细胞或者CD133+细胞的丢失，同时也可能丢失比它们更加早期的造血细胞。而用于移植的脐血主要是以单个核细胞或全血的方式来储存的，脐血造血干细胞移植的植入速度也主要和整个有核细胞数有关［16］。所以，本实验选用脐血MNC作为培养的起始细胞。

我们的研究发现，单用SCF+TPO+FL细胞因子组合培养脐血MNC时，虽然CD133+细胞能得到一定量的扩增，但有核细胞总数都一直呈下降的趋势。其原因可能是我们所用的细胞因子都是一些早期作用因子，在扩增早期HSC的同时，较晚期阶段的造血细胞很快就衰老死亡。CFU和CD133+细胞检测的数据也表明，单用细胞因子也造成了早期HSC的迅速耗竭。

在单用基质细胞的实验组中，有核细胞总数和CD133+细胞都有一定的扩增，但增幅较小。初期6天有核细胞总数有所下降，但同时期CD133+细胞则是有所扩增。推测是因为CD133+早期造血细胞主要是处于G0/G1期［17］，细胞进入增殖周期需要一定的时间，而这一时期的晚期阶段造血细胞衰老死亡较快。经过14天的培养后，单用基质细胞组的CFU计数一直上升为第0天值的17.46±3.42倍，体现出基质细胞对延缓造血细胞的分化的重要作用。

联合使用基质细胞和细胞因子时，有核细胞总数得到有效扩增的同时，CD133+细胞也得到了显著的扩增，比单用基质细胞或者单用造血因子都有明显的优势。在有核细胞总数的扩增方面，单用基质细胞总的趋势是扩增，单用细胞因子时是一直在下降，联合使用基质细胞和细胞因子组合时，则呈增加的趋势，这说明两者合用具有协同促进造血细胞增殖的效果。在进行造血干细胞移植时，我们需要的不仅是能长期造血的早期的造血干细胞，而且需要有助于短期内迅速恢复造血的处于较晚期阶段的造血祖细胞［18］。所以，基质细胞联合细胞因子可能是比较接近临床使用要求的扩增脐血的方法。

单份脐血的容量及所含的HSC有限，不能够满足体重较大的儿童和成人患者的移植需要，对造血细胞进行体外扩增是有望解决这个问题的方法之一。Jaroscak等［19］用封闭的持续灌注的细胞培养系统扩增脐血造血细胞后进行Ⅰ期临床试验，虽然移植体外扩增后的细胞并不改变红系、粒系和血小板的植入时间，但观察期间输注的扩增后的脐血细胞对患者是安全、无毒性的。因此深入研究造血细胞增殖和分化的调控因素，改进细胞扩增的体系和方法，对脐血HSC移植有重要的意义。

【参考文献】

1Osawa M， Hanada K， Hamada H， et al. Longterm lymphohematopoietic reconstitution by a single CD34low/negative hematopoietic stem cell. Science， 1996; 273（5272）:242-245

2Yin AH， Miraglia S， Zanjani ED， et al. AC133， a novel marker for human hematopoietic stem and progenitor cells. Blood， 1997; 90:5002-5012

3Weigmann A， Corbeil D， Hellwig A， et al. Prominin， a novel microvillispecific polytopic membrane protein of the apical surface of epithelial cells， is targeted to plasmalemmal protrusions of nonepithelial cells. Proc Natl Acad Sci USA， 1997; 94:12425-12430

4Gallacher L， Murdoch B， Wu DM， et al. Isolation and characterization of human CD34(-) Lin(-) and CD34(+) Lin(-) hematopoietic stem cells using cell surface markers AC133 and CD7. Blood， 2000; 95:2813-2820

5毛平， 王彩霞， 林秀梅等. 胎儿骨髓基质细胞与细胞因子支持人脐血单个核细胞体外扩增的研究. 中国实验血液学杂志， 2005; 13: 422-428

6Marzesco AM， Janich P， WilschBrauninger M， et al. Release of extracellular membrane particles carrying the stem cell marker prominin1 (CD133) from neural progenitors and other epithelial cells. J Cell Sci， 2005; 118（Pt 13）:2849-2858

7Salven P， Mustjoki S， Alitalo R， et al. VEGFR3 and CD133 identify a population of CD34+ lymphatic/vascular endothelial precursor cells. Blood， 2003; 101:168-172

8deWynter EA， Buck D， Hart C， et al. CD34+AC133+ cells isolated from cord blood are highly enriched in longterm cultureinitiating cells， NOD/SCIDrepopulating cells and dendritic cell progenitors. Stem Cells， 1998; 16:387-396

9Kuci S， Wessels JT， Buhring HJ， et al. Identification of a novel class of human adherent CD34- stem cells that give rise to SCIDrepopulating cells. Blood， 2003; 101: 869-876

10Koehl U， Zimmermann S， Esser R， et al. Autologous transplantation of CD133 selected hematopoietic progenitor cells in a pediatric patient with relapsed leukemia. Bone Marrow Transplant， 2002; 29: 927-930

11Lang P， Bader P， Schumm M， et al. Transplantation of a combination of CD133+ and CD34+ selected progenitor cells from alternative donors. Br J Haematol， 2004; 124:72-79

12Bitan M， Shapira MY， Resnick IB， et al. Successful transplantation of haploidentically mismatched peripheral blood stem cells using CD133+purified stem cells. Exp Hematol， 2005; 33: 713-718

13Fietz T， Berdel WE， Rieder H， et al. Culturing human umbilical cord blood: a comparison of mononuclear vs CD34+ selected cells. Bone Marrow Transplant， 1999; 23:1109-1115

14Summers YJ， Heyworth CM， deWynter EA， et al. AC133+ G0 cells from cord blood show a high incidence of longterm cultureinitiating cells and a capacity for more than 100 millionfold amplification of colonyforming cells in vitro. Stem Cells， 2004; 22:704-715

15Suuronen EJ， Wong S， Kapila V，et al. Generation of CD133+ cells from CD133- peripheral blood mononuclear cells and their properties. Cardiovasc Res， 2006; 70:126-135

16Gluckman E. Current status of umbilical cord blood hematopoietic stem cell transplantation. Exp Hematol， 2000; 28:1197-1205

17Grskovic B， Ruzicka K， Karimi A， et al. Cell cycle analysis of the CD133+ and CD133- cells isolated from umbilical cord blood. Clin Chim Acta， 2004; 343:173-178

18McNiece I， Briddell R. Ex vivo expansion of hematopoietic progenitor cells and mature cells. Exp Hematol， 2001; 29:3-11

细胞因子范文第4篇

子宫内膜异位症(endometriosis，EMs)是由具有生长功能的子宫内膜组织(腺体和间质)种植在子宫腔被覆黏膜及子宫肌层以外的部位而引发的一种育龄期妇女的常见病和多发病。其发病机制至今尚未完全明了，由Sampson提出的经血逆流种植理论是目前的主导理论。但普遍存在的经血逆流现象与事实上相对较少的发病人群使人们认识到免疫功能异常在EMs发病中具有重要作用。近年研究表明，各种免疫相关成分，如免疫球蛋白、细胞因子、酶等均与EMs密切相关。本文主要综述与EMs有关的细胞因子。

细胞因子(cytokine，CK)是指一类由免疫细胞(淋巴细胞、单核巨噬细胞等)和免疫相关细胞(成纤维细胞﹑内皮细胞﹑神经细胞﹑内分泌细胞等)产生的具有调节细胞功能的小分子多肽的总称。细胞因子通过自分泌或旁分泌的方式作用于自身或邻近细胞，对细胞间的相互作用﹑细胞的生长和分化、免疫应答等具有重要调节作用。正常情况下，细胞因子之间相互制约、相互影响，以网络形式发挥着生物学效应。EMs患者腹腔液内的细胞因子主要来源于单核巨噬细胞。此外，细胞因子还可来源于异位的内膜细胞，腹腔间皮细胞以及其它一些淋巴细胞。

1 白细胞介素族细胞因子

1.1 白细胞介素

1 白细胞介素1(interleukin1，IL1)是一种由多种细胞产生的单核因子，包括IL1α、IL1β及其受体拮抗剂(interleukin1 receptor antagonist，IL1RA)等。人的IL1α和IL1β分别由159和153个氨基酸残基组成，相对分子质量平均约为1.75×104，可作用于机体的各个系统，具有广泛生物学活性，参与免疫调节、介导炎症反应和影响组织代谢，刺激骨髓多能干细胞增殖，诱导其他多种细胞因子如白细胞介素2(interleukin2，IL2)、白细胞介素6(interleukin6，IL6)、肿瘤坏死因子(tumor necrosis factor，TNF)等分泌。IL1的作用无种属特异性。IL1体内生物学作用的表现受其浓度影响。在生理浓度时，IL1主要在局部起免疫调节作用，但高浓度IL1(机体发生革兰阴性菌毒血症时)可以进入血液循环，以内分泌形式作用于全身，引起发热。

有研究[1，2]发现，EMs患者子宫内膜中，IL1R明显多于正常内膜，IL1R基因和蛋白水平均明显低于正常内膜，致内膜调节IL1能力下降，发病早期(Ⅰ、Ⅱ期)尤为显著，并与病情严重程度正相关。但有证据表明，在中、重度EMs巨噬细胞表面IL1RA mRNA显著增加，减少了内源性IL1的作用[3]。另外EMs患者腹腔液中IL1水平升高，IL1β通过诱导血管内皮生长因子(VEGF)和IL6的产生而促进内膜异位灶血管生成[4]。

1.2 白细胞介素

6 白细胞介素6(interleukin6，IL6)是一种多效应细胞因子，由212个氨基酸残基组成，相对分子质量为2.6×104，可由多种细胞分泌，细菌﹑病毒﹑寄生虫等可以提高其基因表达，其他炎性细胞因子如IL1、IL2、IL3、TNF等也可促使其分泌。IL6生物学功能较多，可诱导B淋巴细胞分化并分泌免疫球蛋白;能促进多种细胞如T淋巴细胞、造血干细胞等的增殖，诱导肝细胞合成释放急性期蛋白;能抑制某些髓样白血病细胞、乳癌细胞﹑成纤维细胞的生长等。Piva等[5]发现，EMs患者腹腔液中IL6水平与EMs严重程度密切相关。EMs患者异位内膜细胞分泌的IL6显著高于在位内膜细胞，正常女性在位内膜细胞分泌更低。在重度EMs患者中IL6水平升高而IL6可溶性受体水平下降。Iwabe等[6]通过动物实验发现，IL6具有抑制小鼠胚胎发育和削弱精子能力的作用，说明IL6与EMs患者的不孕有关。Wieser等[7]研究发现，IL6基因启动子174位碱基G/C多态性对预测携带者是否易患巧克力囊肿具有一定的价值。Deura等[8]研究发现，EMs患者雌激素合成减少可能与IL6有关。

1.3 白细胞介素

8 白细胞介素8(interleukin8，IL8)由多种不同的细胞分泌和诱导产生，其中包括单核细胞、淋巴细胞、成纤维细胞、内皮细胞、上皮细胞等;一些炎性细胞因子如IL1、IL6、TNF等也能诱导其产生。IL8的主要功能是趋化中性粒细胞，并促进粒细胞吞噬效应，被认为是一种重要的炎症调节因子。CalhazJorge等[9]研究发现，中重度EMs患者腹腔液中IL8浓度明显高于正常对照组，却仅稍高于轻度EMs组，并且于黄体期表现得尤为明显。Ulukus等[10]研究表明，EMs患者在位和异位内膜微血管内皮细胞受体CXCR 1和2表达显著增加，其与IL8结合，促进血管内皮细胞的增殖和基质金属蛋白酶(MMP)2和9的表达，并抑制内皮细胞的凋亡，从而促进新生血管生成。

1.4 白细胞介素

18 白细胞介素18(interleukin18，IL18)主要由活化的单核巨噬细胞分泌，与IL1β有相似的结构，而与IL12有相似的生物学功能，是γ干扰素(INFγ)诱导因子(IGIF)。Abraham等[11]的研究发现EMs患者腹腔液IL18水平降低，使基质金属蛋白酶(MMPs)及其抑制物(TIMPs)的表达增强，从而促进EMs发展。而Osborn等[12]、Oku等[13]的研究则指出，EMs患者腹腔液IL18水平增加，且IL18能介导腹腔液单核细胞环氧合酶2(COX2)基因的表达，从而促进EMs的发展。

2 肿瘤坏死因子

肿瘤坏死因子(tumor necrosis factor，TNF)根据来源和结构可分为TNFα和TNFβ。TNFα主要由单核巨噬细胞产生，具有抗肿瘤、抗感染及免疫调节等多种生物学功能。TNFβ是一种调节生长和分化的多肽，可作用于炎症及修复细胞，产生细胞的趋化性迁移，增生分化，细胞外基质合成及分泌等生物学效应。Pizzo 等[14]研究认为，TNFα水平与EMs发病及病情程度具有相关性，I期EMs患者TNFα水平高于II期和III期患者，提示TNFα在EMs早期的急性炎症过程中发挥作用，表现为诱导急性期蛋白的合成等。Hornung[15]等研究认为，TNFα通过诱导异位子宫内膜炎性细胞因子MCP1、IL6、IL8等的释放，促进异位内膜及基质细胞增殖、炎性细胞浸润、新生血管生成、组织粘连，从而形成异位病灶。Sakamoto等[16]研究证实，TNFα的异常生成与EMs患者不孕密切相关，TNFα通过影响精子的活动力和卵母细胞的发育可导致不孕。

3 血管内皮生长因子

血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor，VEGF)，又称血管通透因子(vascular permeability factor，VPF)，是一种高度特异性的血管内皮细胞有丝分裂原，可促进内皮细胞分裂，影响血管通透性，是重要的血管生成因子，由单核细胞、巨噬细胞和平滑肌细胞产生，主要表达在内膜腺上皮细胞。众多研究均提示，VEGF可能是异位灶种植、生长的决定因素。依据Sampson的经血逆流种植理论，当脱落的子宫内膜附着在腹膜或其它部位时，建立并维持新的血供是异位子宫内膜种植存活的基本条件。VEGF诱导的血管生成在此起关键作用。Khan等[17]发现红色异位灶较黑色异位灶VEGF水平明显增高。Na等[18]研究发现，EMs患者腹腔液中的VEGF水平较正常人明显升高，且嗜中性粒细胞表达VEGF mRNA水平显著增高。由此认为EMs患者体内的嗜中性粒细胞可能是其腹腔液中升高的VEGF来源。Meresman等[19]实验发现，GnRHa可以使内膜细胞凋亡增加、释放VEGF减少。值得一提的是，抗血管生成素制剂不仅可以用于EMs的治疗[20]，并可对血管生成及血管生成因子表达进行监测，也可以对EMs其它治疗方法提供疗效评估[21]。

4 巨噬细胞移动抑制因子(MIF)

巨噬细胞移动抑制因子(macrophage migration inhibitory factor，MIF)是激活的巨噬细胞和淋巴细胞的主要产物，是内皮细胞增殖所必需的生物活性分子之一，有潜在的促进炎症反应和血管生成的特性。Mahutte等[22]研究证实，在EMs患者腹腔液中MIF水平升高，并且MIF水平的提高与EMs的严重程度、异位内膜侵入的深度和有否使用促性腺激素释放激素拮抗剂(GnRHA)治疗及月经周期无关。Mahutte等[22]、Kats等[23]均证实，MIF参与EMs血管生成，EMs患者腹腔液中MIF浓度明显高于正常对照组，抗MIF抗体可阻止其血管生成作用。Morin等[24]发现EMs患者外周血MIF的浓度是正常女性的3倍，并且在盆腔痛和不孕患者中增加更明显，认为MIF与EMs患者盆腔痛和不孕相关。Onodera等[25]证实，MIF可介导多种细胞分泌基质金属蛋白酶(MMPs)。异位内膜通过释放MMPs促进对细胞外基质的侵入。

5 单核细胞趋化蛋白1

单核细胞趋化蛋白1(monocyte chemotactic protein1，MCP1)是一种对单核细胞具有特异性趋化及激活活性的细胞因子，可由内膜细胞、单核巨噬细胞、平滑肌细胞等许多细胞产生，并受IL1、TNF等多种细胞因子调控。Yih等[26]、Kharfi等[27]研究显示，EMs患者腹腔液中MCP1浓度明显高于正常妇女，尤其在EMs初期(ⅠⅡ期)时最明显。Kharfi等[27]研究发现，EMs患者的腹腔巨噬细胞分泌MCP1的能力增强，而产生的MCP1又能够激活巨噬细胞的旁分泌和自分泌作用，并使巨噬细胞的聚集，如此形成恶性循环，使腹腔炎症环境加深、恶化，促使EMs的形成和发展。

6 基质金属蛋白酶及其抑制物

基质金属蛋白酶(matrix metalloproteinases，MMPs)及其抑制物(tissue inhibitor metalloproteinases，TIMPs)是内膜发生周期性改变过程中细胞外基质重建的生理性调节剂。MMPs和TIMPs之间的平衡失调可能在EMs发生发展中起重要作用。Collette等[28]发现，EMs患者内膜细胞MMP9分泌明显高于正常对照组，而TIMP1分泌则减少。Uzan等[29]则发现，EMs患者异位内膜MMP2、3和11的表达升高，TIMP2mRNA表达降低，而且其在直肠结肠变化较腹膜和卵巢更显著。

综上所述，各种细胞因子相互影响，与EMs的产生及进展关系密切。但其确切机制，是细胞因子的变化引起EMs，还是EMs引起细胞因子的变化，还有待今后进一步研究。通过对细胞因子的深入研究，有望为EMs诊治开辟新途径。

参考文献

\[1\] Kharfi A，Boucher A，Akoum A.Abnormol Interleukinl Receptor TypeII Gene Expression in the Endometrium of Women with Endometriosis\[J\].Biol Reprod，2002，66(2):40l406.

\[2\] Bergqvist A，Bruse C，Carlberg M，et al.Interleukin1beta，interleukin6，and tumor necrosis factoralpha in endometriotic tissue and in endometrium\[J\].Fertil Steril，2001，75(3):489495.

\[3\] Lebovic DI，Mueller MD，Taylor RN.Immunobiology of endometriosis\[J\].Fertil Steril，2001，75(1):110.

\[4\] Robert N，Michael D.Angiogenic factors in Endometriosis\[C\].Mueller Annals of the New York Academy of Sciences，2002，955:8992.

\[5\] Piva M，Horowitz GM，SharpeTimms KL.Interleukin6 differentially stimulates haptoglobin production by peritoneal and endometriotic cells in vitro:a model for endometrialperitoneal interaction in endometriosis\[J\].J Clin Endocrinol Metab，2001，86(6):25532561.

\[6\] Iwabe T，Harada T，Terakawa N.Role of cytokines in endometriosisassociated infertility\[J\].Gynecol obstet Invest，2002，53 (Suppl 1):1925.

\[7\] Wieser F，Fabjani G，Tempfer C，et al.Analysis of an interleukin6 gene promoter polymorphism in women with endometriosis by pyrosequencing\[J\].J Soc Gynecol Investig，2003，10(1):3236.

\[8\] Deura I，Harada T，Taniguchi F，et al.Reduction of estrogen production by interleukin6 in a human granulosa tumor cell line may have implications for endometriosisassociated infertility\[J\].Fertil Steril，2005，83(Suppl 1):10861092.

\[9\] CalhazJorge C，Costa AP，Santos MC，et al.Peritoneal fluid concentrations of interleukin8 in patients with endometriosis depend on the severity of the disorder and are higher in the luteal phase\[J\].Hum Reprod，2003，18(3):593597.

\[10\]Ulukus M，Ulukus EC，Seval Y，et al.Expression of interleukin8 receptors in endometriosis\[J\].Hum Reprod，2005，20(3):794801.

\[11\]Abraham M，Shapiro S，Lahat N，et al.The role of IL18 and IL12 in the modulation of matrix metalloproteinase and their tissue inhibitors in monocytic cells\[J\].Int Immunol，2002，14(12):14491457.

\[12\]Osborn BH，Haney AF，Misukonis MA，et al.Inducible nitric oxide synthase expression byperitoneal macrophages in endometriosisas sociated infertility\[J\].Fertil Steril，2002，77(1):4651.

\[13\]Oku H，Tsuji Y，Kashiwamura SI，et al.Role of IL18 in pathogenesis of endometriosis\[J\].HumReprod，2004，19(3):709714.

\[14\]Pizzo A，Salmeri FM，Ardita FV，et al.Behaviour of cytokine levels in serum and peritoneal fluid of women with endometriosis\[J\].Gynecol Obstet Invest，2002，54(2):8287.

\[15\]Hornung D，Klingel K，Dohrn K，et al.Regulated on activation，normal Tcellexpressed mRNA expressed and secreted mRNA expression in normal endomerium and endometriotic implants:assessment of autocrine/paracrine regulation by in situ hybridization\[J\].Am J Pathol，2001，158(6):19491954.

\[16\]Sakamoto Y，HaradaT，Horie S，et al.Tumor necrosis factoralphainduced interleukin8 (IL8) expression in endometriotic stromal cells，probably through nuclear factorkappaB activation:gonadotropinreleasing hormone agonist treatment reduced IL8 expression\[J\].Clin Endocrinol Metab，2003，88(2):730735.

\[17\]Khan KN，Masuzaki H，Fujishita A，et al.Higher activity by opaque endometriotic lesions than nonopaque lesions\[J\].Acta Obstet Gynecol Scand，2004，83(4):375382.

\[18\]Na YJ，Yang SH，Baek DW，et al.Effects of peritoneal fluid from endometriosis patients on the release of vascular endothelial growth factor byneutrophils and monocytes\[J\].Hum Reprod，2006，21(7): 18461855.

\[19\]Meresman GF，Bilotas MA，Lombardi E.Effect of GnRH analogues on apoptosis and release of interleukin1beta and vascular endothelial growth factor in endometrial cell cultures from patients with endometriosis\[J\].Hum Reprod，2003，18(9):17671771.

\[20\]Hull ML，CharnockJones DS，Chan CL，et al.Antiangiogenic agents are effective inhibitors of endometriosis\[J\].J Clin Endocrinol Metab，2003，88(6):28892899.

\[21\]Reynolds LP，GrazulBilska AT，Redmer DA.Angiogenesis in the female reproductive organs: pathological implications\[J\].Int J Exp Pathol，2002，83(4):151163.

\[22\]Mahutte NG，Matalliotakis IM，Goumenou AG，et al.Elevation in peritoneal fluid macrophage migration inhibitory factor are independent ofthe depth of invasion or stage of endometriosis\[J\].Fertil Steril，2004，82(1):97101.

\[23\]Kats R，Collette T，Metz CN，et al.Marked elevation of macrophage migration inhibitory factor in the peritoneal fluid of women with endometriosis\[J\].Fertil Steril，2002，78(1):6976.

\[24\]Morin M，Bellehumeur C，Therriault MJ，et al.Elevated levels of macrophage migration inhibitory factor in the peripheral blood of women with endometriosis\[J\].Fertil Steril，2005，83(4):865872.

\[25\]Onodera S，Nishihira J，Iwabuchi K，et al.Macrophage migration inhibitory factor upregulates matrixmetalloproteinase9 and13 in rat osteoblasts.Relevance to intracellular signaling pathways\[J\].J Biol Chem，2002，277(10):78657874.

\[26\]Yih S，Katabuchi H，Araki M，et al.Expression of monocyte chemoattractant protein1 in peritonealendometriotic cells\[J\].Virchows Arch，2001，438(1):7077.

\[27\]Kharfi A，AkoumA.Soluble interleukin1 receptor typeII blocks monocyte chemotactic protein1 secretion by U937 cells in response to peripheral blood serum of women with endometriosis\[J\].Fertil Steril，2002，78(4):836842.

细胞因子范文第5篇

细胞因子具有非常广泛的生物学活性，包括促进靶细胞的增殖和分化，增强抗感染和细胞杀伤效应，促进或抑制其它细胞因子和膜表面分子的表达，促进炎症过程，影响细胞代谢等。

一、免疫细胞的调节剂

免疫细胞之间存在错综复杂的调节关系，细胞因子是传递这种调节信号必不可少的信息分子。例如在T-B细胞之间，T细胞产生IL-2、4、5、6、10、13，干扰素γ等细胞因子刺激B细胞的分化、增殖和抗体产生；而B细胞又可产生IL-12调节TH1细胞活性和TC细胞活性。在单核巨噬细胞与淋巴细胞之间，前者产生IL-1、6、8、10，干扰素α，TNF-α等细胞因子促进或抑制T、B、NK细胞功能；而淋巴细胞又产生IL-2、6、10，干扰素γ，GM-CSF，巨噬细胞移动抑制因子（MIF）等细胞因子调节单核巨噬细胞的功能。许多免疫细胞还可通过分泌细胞因子产生自身调节单核巨噬细胞的功能。许多免疫细胞还可通过分泌细胞因子产生自身调节作用。例如T细胞产生的IL-2可刺激T细胞的IL-2受体表达和进一步的IL-2分泌，TH1细胞通过产生干扰素γ抑TH2细胞的细胞因子产生。而TH2细胞又通过IL-10、IL-4和IL-13抑制TH1细胞的细胞因子产生。通过研究细胞因子的免疫网络调节，可以更好地理解完整的免疫系统调节机制，并且有助于指导细胞因子做为生物应答调节剂(biologicalresponsemodifier’BRM)应用于临床治疗免疫性疾病。图4-1 细胞因子与TH1、TH2的相互关系（略）

二、免疫效应分子

在免疫细胞针对抗原（特别是细胞性抗原）行使免疫效应功能时，细胞因子是其中重要效应分子之一。例如TNFα和TNFβ可直接造成肿瘤细胞的凋零(apoptosis)’使瘤细胞DNA断裂’细胞萎缩死亡;干扰素α、β、γ可干扰各种病毒在细胞内的复制，从而防止病毒扩散；LIF可直接作用于某些髓性白血病细胞，使其分化为单核细胞，丧失恶性增殖特性。另有一些细胞因子通过激活效应细胞而发挥其功能，如IL-2和IL-12刺激NK细胞与TC细胞的杀肿瘤细胞活性。与抗体和补体等其它免疫效应分子相比，细胞因子的免疫效应功能，因而在抗肿瘤、抗细胞内寄生感染、移植排斥等功能中起重要作用。

三、造血细胞刺激剂

从多能造血干细胞到成熟免疫细胞的分化发育漫长道路中，几乎每一阶段都需要有细胞因子的参与。最初研究造血干细胞是从软琼脂的半固体培养基开始的，在这种培养基中，造血干细胞分化增殖产生的大量子代细胞由于不能扩散而形成细胞簇，称之为集落，而一些刺激造血干细胞的细胞因子可明显刺激这些集落的数量和大小因而命名为集落刺激因子（CSF）。根据它们刺激的造血细胞种类不同有不同的命名，如GM-CSF、G-CSF、M-CSF、multi-CSF(IL-3)等。 目前的研究表明，CSF和IL-3是作用于粒细胞系造血细胞，M-CSF作用于单核系造血细胞，此外Epo作用于红系造血细胞，IL-7作用于淋巴系造血细胞，IL-6、IL-11作用于巨核造血细胞等等。由此构成了细胞因子对造血系统的庞大控制网络。某种细胞因子缺陷就可能导致相应细胞的缺陷，如肾性贫血病人的发病就是肾产生Epo的缺陷所致，正因如此，应用Epo治疗这一疾病收到非常好的效果。目前多种刺激造血的细胞因子已成功地用于临床血液病，有非常好的发展前景。

四、炎症反应的促进剂

炎症是机体对外来刺激产生的一种病理反应过程，症状表现为局部的红肿热痛，病理检查可发现有大量炎症细胞如粒细胞、巨噬细胞的局部浸润和组织坏死，在这一过程中，一些细胞因子起到重要的促进作用，如IL-1、IL-6、IL-8、TNFα等可促进炎症细胞的聚集、活化和炎症介质的释放’可直接刺激发热中枢引起全身发烧’IL-8同时还可趋化中性粒细胞到炎症部位’加重炎症症状.在许多炎症性疾病中都可检测到上述细胞因子的水平升高.用某些细胞因子给动物注射’可直接诱导某些炎症现象’这些实验充分证明细胞因子在炎症过程中的重要作用.基于上述理论研究结果’目前已开始利用细胞因子抑制剂治疗炎症性疾病’例如利用IL-1的受体拮抗剂(IL-1receptor antagonist’IL-lra)和抗TNFα抗体治疗败血性休克、类风湿关节炎等，已收到初步疗效。