首页 > 文章中心 > 正文

医学毕业脑低氧预适应及机制

医学毕业脑低氧预适应及机制

医学毕业论文

[关键词]低氧预适应;脑缺氧;脑保护

摘要预先反复短暂低氧预适应可使脑组织产生低氧适应,可使其在后续的长时间

缺氧中得到保护。脑低氧预适应是脑抗缺血或缺氧的一种内源性保护现象。目前对

脑低氧预适应的机制尚未最后阐明,文章对脑低氧预适应现象及其可能机制的研究

进展进行了综述。

低氧预适应(hypoxicpreconditioning)是指1次或多次短暂、非致死性低氧刺激后

,机体获得的对更严重甚至致死性缺血或缺氧的耐受性。预适应是机体抗缺氧或缺

血的一种内源性保护现象,它不仅存在于多种动物的心脏,而且也存在于肝、肾和

脑等多种组织、器官和细胞中[1,2]。目前关于脑低氧预适应现象及其机制的报道

较少,深入研究脑低氧预适应机制并探讨其临床应用价值,对治疗脑血管病很有意

义。

1脑低氧预适应现象

1986年Schurr等[3]就发现大鼠海马脑片低氧5min后,其诱发电活动在随后长期低

氧作用后仍能恢复,而对照组则不能。Rising等[4]事先给小鼠经90、120和150s

3次低氧(4.5%O2)预处理后,在致死量低氧作用下的存活时间由对照的(108±4)

s延长到(403±42)s。Vannucci等[5]在37℃下低氧(8%O2)预处理出生6d的大鼠2

.5h,24h后结扎单侧颈总动脉并且低氧(8%O2)处理2.5h,在出生第30天经神经

病理分析发现,低氧预适应组的14只大鼠中仅6只出现囊状梗死,而未预适应组的

13只大鼠都出现了梗死。

2脑低氧预适应的可能机制

2.1低氧诱导因子-1

低氧诱导因子-1(hypoxia-induciblefactor-1,HIF-1)是一种随着细胞内氧浓度

变化而调节基因表达的转录激活因子,是由氧调节亚单位HIF-1α和结构亚单位HI

F-1β组成的异二聚体,具有DNA结合活性。HIF-1对低氧诱导基因,如促红细胞生

成素、糖酵解酶和血管内皮生长因子等的活化起关键作用。Bergeron等[6]通过对

新生大鼠脑低氧(8%O2)预处理3h发现,低氧预处理可明显提高HIF-1α和HIF-1β

的表达水平。大鼠腹腔内注射HIF-1诱导剂氯化钴(CoCl2,60mg/kg)和去铁铵(de

sferrioxamine,DFX,200mg/kg)后1~3h,HIF-1α和HIF-1β蛋白水平都升高。

大鼠经CoCl2和DFX预处理24h后缺血缺氧可分别较对照组发挥75%和56%的脑保护作

用。原代培养大鼠皮质神经元剥夺糖氧30、60、90和120min后,HIF-1DNA结合活

性增高,而预先剥夺糖氧60min,48h后再剥夺糖氧90min,HIF-1的结合活性反

而降低[7]。以上这些研究表明,HIF-1参与了脑低氧预适应的形成。

2.2一氧化氮

一氧化氮(NO)参与血管舒缩的调节、免疫功能的调制和神经信息的传递,是一种重

要的信使物质。NO是由L-精氨酸经一氧化氮合酶(NOS)催化生成的。NOS同工酶分为

神经元型NOS(nNOS)、诱导型NOS(iNOS)和内皮细胞型NOS(eNOS)3种,其中nNOS和

eNOS的活性受钙离子调节,合称为结构型NOS(constitutiveNOS,cNOS)。Gidday

等[8]低氧(8%O2)预处理新生6d大鼠3h发现,这种处理可完全抵抗24h后的缺血

缺氧性损害。如在新生6d大鼠脑低氧预处理前0.5h腹腔注射非选择性NOS抑制剂

左旋硝基精氨酸(2mg/kg),给药后0.5~3.5h即可使cNOS的活性抑制67%~81%,完

全阻断了低氧预适应的保护作用。但是,如果低氧预处理(本身可降低cNOS活性5

8%~81%)前腹腔内注射选择性nNOS抑制剂7-硝基吲唑(40mg/kg),则不能影响低氧

预适应引起的脑保护作用,这与给予iNOS抑制剂氨基胍(400mg/kg)的结果相一致

。以上结果表明,NO对低氧耐受的诱导起重要作用。但是,有学者对nNOS和iNOS是

否参与了低氧预适应却提出了质疑,认为只有eNOS产生的NO介导了预适应的保护效

应。

2.3腺苷

腺苷是一种在缺血缺氧时高能磷酸盐分解产生的内源性复合物。腺苷A1受体激动剂

可以缩小梗死体积,减慢缺血早期的能量代谢,并有利于缺氧预适应后突触功能的

恢复[9],而腺苷受体拮抗剂则可以阻止预适应的形成。Zhang等[10]分别采用酶学

方法和放射性配体结合方法分析了昆明小鼠腺苷含量和腺苷A1受体,发现经4次低

氧预处理组海马腺苷含量明显高于正常对照组和只用1次低氧预处理组,而腺苷A1

受体密度低于正常对照组,与仅用1次低氧预处理组的相同;4次低氧预处理组海马

、脑桥、延髓等脑区腺苷A1受体的亲和力高于正常对照组,表明低氧预处理可以阻

止一些脑区内的腺苷A1受体密度的进一步下降,使腺苷A1受体的亲和力升高。上述

结果提示,低氧预适应可使海马腺苷浓度升高,并通过A1受体发挥神经保护作用。

2.4兴奋性氨基酸

中枢神经系统内含有大量兴奋性氨基酸(EAA),几乎所有的神经元都含有谷氨酸受

体,药理学上把谷氨酸受体分为NMDA受体、AMPA受体、红藻氨酸受体、代谢型谷氨

酸受体和L-AP4受体等5型,前3种都是谷氨酸门控的阳离子通道(离子型受体),后

2种受体合称非NMDA受体。任何引起EAA浓度异常增高的病理变化都会引起兴奋毒性

。EAA与低氧预适应是否有关尚待进一步研究证实。Nakata等[11]用微透析测定方

法表明,低氧预处理并不改变脑内包括EAA在内的任何氨基酸含量,从而认为预处

理导致的低氧耐受与EAA无关。Xie等[12]用小鼠研究外源离子型NMDA受体激动剂天

门冬氨酸和抑制剂氯氨酮对低氧预适应的效应,并用高效液相色谱法测定低氧预处

理时小鼠整个大脑和不同脑区内源性EAA(天门冬氨酸和谷氨酸)浓度的变化,结果

发现,天门冬氨酸和氯氨酮分别显著地缩短和延长了小鼠的标准耐受时间;缺氧1

次后EAA的浓度升高,而4次缺氧后预适应EAA浓度保持不变,甚至下降。这表明离

子型NMDA受体的激活不利于低氧预适应的形成,而抑制其受体则有利于低氧预适应

的形成;EAA的降解或失活对小鼠低氧耐受的形成可能有益。

2.5肿瘤坏死因子-α和神经酰胺

神经鞘磷脂的代谢产物神经酰胺(ceramide)是肿瘤坏死因子-α(TNF-α)介导的众

多效应中的第二信使。Liu等[13]对培养大鼠皮质神经元的研究发现,低氧预处理

有保护作用,这种保护作用可被TNF-α预处理所替代,TNF-α中和抗体可削弱此保

护作用。低氧预适应和TNF-α预处理可使细胞内神经酰胺水平升高2~3倍,与耐受

状态一致。烟曲霉毒素B1是一种神经酰胺合酶抑制剂,可减轻神经酰胺的上调。如

在缺氧损伤前将C2-神经酰胺加入培养基中可模拟低氧预适应的效应。上述结果表

明,低氧预适应是通过TNF-α触发而合成神经酰胺所介导的。Chen等[14]在结扎出

生7d大鼠右侧颈总动脉的同时低氧(8%)预处理2h,30min后心室内注射C2-神经

酰胺(150mg/kg),5d后测定梗死体积,发现C2-神经酰胺可使缺血缺氧引起的大

脑损伤(梗死体积)较对照组缩小45%~65%,且Bcl-2和Bcl-xl水平升高,TUNEL阳性

细胞数明显减少,表明神经酰胺对未成熟大鼠大脑有神经保护作用。因此认为,神

经酰胺参与了低氧预适应的形成。

2.6自由基及其清除系统

自由基是具有未配对电子的原子或原子团。脑缺血缺氧时,活性氧产生过多,自由

基生成,细胞膜磷脂受其攻击导致脂质过氧化,细胞膜流动性降低、通透性增高,

线粒体肿胀,溶酶体受损并释放等一系列变化。Duan等[15]比较自由基清除系统的

变化发现,与未预处理组相比,仅低氧处理1次组整个脑区的超氧化物歧化酶(SOD

)和谷胱甘肽过氧化物酶的活性明显降低,而海马脂质过氧化物的浓度明显升高。

但是经低氧处理4次后,它们的水平趋向于恢复至正常对照组水平,提示氧自由基

和它们的特异清除酶参与了低氧耐受形成。Rauca等[16]对成年雄性Wistar大鼠作

低氧预处理(9%O2,91%N2)1h发现,可阻止戊四氮的致痫作用,而用自由基清除剂

PBN能阻止这种低氧预适应的保护作用。Garnier等[17]事先用低氧(4%O2)处理沙土

鼠后恢复常氧48h或7d,发现海马MnSOD有渐进而持续的表达。以上研究表明,自

由基及其内源性清除酶系统参与了低氧预适应的形成和发展。

2.7其他机制

预适应可以降低细胞能量代谢。有实验表明,抑制线粒体复合物Ⅰ、Ⅱ可以形成预

适应,并可试用于提高机体的缺氧耐受能力[18]。低氧预适应引起的神经保护作用

可以被放线菌酮(一种蛋白合成抑制剂)和放线菌素D(一种RNA合成抑制剂)所抑制,

表明在低氧预适应中有新的基因表达产物形成[19]。热休克蛋白(HSP)是应激反应

蛋白家族中的一员,Wada等[20]用高温(41℃)预处理15min和低氧(8%)预处理新生

大鼠3h,24h后予缺血处理,发现高温和低氧预处理后都不检测到HSP72,只是缺

氧缺血损害本身可诱导背侧纹状体、丘脑(轻度)和海马HSP72的表达,因此认为HS

P72似与耐受无关。Garnier等[17]也发现,沙土鼠低氧预处理后海马未见HSP72表

达。星形细胞则参与细胞间液中K代谢的调节和利用,维持神经元生存微环境的稳

定,分泌神经营养因子,如神经生长因子,从而参与了预适应保护机制。Garnier

等[17]用免疫组化和免疫印迹法检测胶质纤维酸性蛋白,并用免疫组化检测isole

ctinB4的表达,结果表明沙土鼠低氧处理与小胶质细胞激活无关,而星形细胞却

明显被激活。

3脑低氧预适应的应用前景

虽然脑低氧预适应的机制尚不十分清楚,但是预适应的效应提示脑组织具有自身保

护机制。如能对脑低氧预适应过程中产生的某些物质进行分离、纯化,试用于卒中

和其他缺血缺氧性疾病的治疗中,也许将提高脑神经元等组织对缺血缺氧的耐受性

,延长治疗时间窗,减轻后遗症,并为脑损伤等疾病的防治提供新的选择。

参考文献

1WebsterKA,DischerDJ,BishopricNH.Cardioprotectioninaninvitro

modelofhypoxicpreconditioning.JMolCellCardiol,1995,27(1):453

-458.

2HeurteauxC,LauritzenI,WidmannC,etal.Essentialroleofadenosi

ne,adenosineA1receptors,andATP-sensitiveKchannelsincerebrali

schemicpreconditioning.ProcNatlAcadSciUSA,1995,92(10):4666-467

0.

3SchurrA,ReidKH,TsengMT,etal.Adaptationofadultbraintissue

toanoxiaandhypoxiainvitro.BrainRes,1986,374(2):244-248.

4RisingCL,D’AlecyLG.Hypoxia-inducedincreasesinhypoxictoleranc

e

augmentedbyβ-hydroxybutyrateinmice.Stroke,1989,20(9):1219-122

5.

5VannucciRC,TowfighiJ,VannucciSJ.Hypoxicpreconditioningandhyp

oxic-ischemicbraindamageintheimmaturerat:pathologicandmetaboli

ccorrelates.JNeurochem,1998,71(3):1215-1220.

6BergeronM,GiddayJM,YuAY,etal.Roleofhypoxia-induciblefacto

r-1inhypoxia-inducedischemictoleranceinneonatalratbrain.AnnNe

urol,2000,48(3):285-296.

7RuscherK,IsaevN,TrendelenburgG,etal.Inductionofhypoxiaindu

ciblefactor1byoxygenglucosedeprivationisattenuatedbyhypoxicp

reconditioninginratculturedneurons.NeurosciLett,1998,254(2):11

7-120.

8GiddayJM,ShahAR,MacerenRG,etal.Nitricoxidemediatescerebr

alischemictoleranceinaneonatalratmodelofhypoxicprecondition

ing.JCerebBloodFlowMetab,1999,19(3):331-340.

9PerezPinzonMA,MumfordPL,RosenthalM,etal.Anoxicpreconditioni

nginhippocampalslices:roleofadenosine.Neuroscience,1996,75(3):

687-694.

10ZhangWL,LuGW.ChangesofadenosineanditsA(1)receptorinhypox

icpreconditioning.BiolSignalsRecept,1999,8(4-5):275-280.

11NakataN,KatoH,KogureK.Ischemictoleranceandextracellulara

minoacidconcentrationsingerbilhippocampusmeasuredbyintracereb

ralmicrodialysis.BrainResBul,1994,35(3):247-251.

12XieJ,LuG,HouY.Roleofexcitatoryaminoacidsinhypoxicprecon

ditioning.BiolSignalsRecept,1999,8(4-5):267-274.

13LiuJ,GinisI,SpatzM,etal.Hypoxicpreconditioningprotectscul

turedneuronsagainsthypoxicstressviaTNF-αandceramide.AmJPhys

iolCellPhysiol,2000,278(1):C144-C153.

14ChenY,GinisI,HallenbeckJM.Theprotectiveeffectofceramidein

immatureratbrainhypoxia-ischemiainvolvesup-regulationofbcl-2an

dreductionofTUNEL-positivecells.JCerebBloodFlowMetab,2001,21

(1):34-40.

15DuanC,YanF,SongX,etal.Changesofsuperoxidedismutase,gluta

thioneperioxidaseandlipidperoxidesinthebrainofmicepreconditio

nedbyhypoxia.BiolSignalsRecept,1999,8(4-5):256-260.

16RaucaC,ZerbeR,JantzeH,etal.Theimportanceoffreehydroxylr

adicalstohypoxiapreconditioning.BrainRes,2000,868(1):147-149.

17GarnierP,DemougeotC,BertrandN,etal.Stressresponsetohypoxi

aingerbilbrain:HO-1andMnSODexpressionandglialactivation.Brai

nRes,2001,893(1-2):301-309.

18RiepeMW,LudolphAC.Chemicalpreconditioning:acytoprotectivestr

ategy.MolCellBiochem,1997,(1-2):249-54.

19GageAT,StantonPK.Hypoxiatriggersneuroprotectivealterationsin

hippocampalgeneexpressionviaaheme-containingsensor.BrainRes,1

996,719(1-2):172-178.

20WadaT,KondohT,TamakiN.Ischemic“cross”toleranceinhypoxic

ischemiaofimmatureratbrain.BrainRes,1999,847(2):299-307.